Биотестирование средств для мытья посуды с помощью пшеницы яровой

 (Тема: Биотестирование гетероциклических синтетических веществ некоторыми тест-объектами.)

СПИСОК УСЛОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ФАВ – Физиологически активные вещества

S - 2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-1,3-дигидротиазин

O - 4,6- дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидро-1,3- пиримидинон-2

NH - 2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидропиримидин

I – растворы в разведении 10^-6 М

II – растворы в разведении 10^-9 М

III – растворы в разведении 10 ^-12 М

ВВЕДЕНИЕ

Химические вещества, которые могут участвовать в управлении ростом, называют регуляторами роста. Физиологи растений различают два типа таких регуляторов: стимуляторы  и ингибиторы.  Для регуляции своего роста растения вырабатывают вещества, которые получили название - фитогормоны.

Большинство физиологических процессов, в первую очередь регулируется гормонами.  Так же имеются много синтетических ингибиторов и стимуляторов роста, которые открыты для подавления роста сорнякам и для лучшего и интенсивного развития культурных и сельскохозяйственных  растений. Для того что бы проверить действие таких веществ используют определённые объекты, чувствительные к определённым регуляторам роста. Это могут быть и целые растения и отрезки стеблей, листьев, корней, семядолей. Эти объекты активно реагируют на экзогенно вводимые регуляторы. Такие объекты получили название - биологические тесты или пробы. Они помогают выявить спектр действия какого-либо вещества,  его концентрацию и природу. С помощью биотестов были открыты все известные сегодня физиологически активные вещества и их воздействие на растительные организмы. Разнообразна химическая природа в растении, а также разнообразны и вещества синтетического происхождения, применяемые в  сельском хозяйстве. И открытием этих веществ Физиологи и биохимики обязаны биотестам. Благодаря им, науки известны стимуляторы и ингибиторы роста растений, гербициды и ретарданты. Благодаря открытию природных регуляторов роста учёным посчастливилось изобрести и химические аналоги этих веществ, которые активно используются в жизни.  Следует учитывать так же, что в растениях существует ряд регуляторов ещё  не известной нам природы. Для их выявления предстоит разработать специальный комплекс тестов. В настоящее время уже делаются попытки  найти гормоны старения и цветения. Для их обнаружения разрабатываются специальные биотесты, которые могли бы составить комплекс для поиска регуляторов неизвестного химического состава, так как многие из физиологически активных веществ неизвестной нам природы.

Целью нашего исследования являлось выявить реакцию растительных тест-систем на действие гетероциклических синтетических соединений. Для реализации поставленной цели мы определили следующие задачи:

1.Выявить реакцию  корней и листьев пшеницы яровой Саратовская-36 при выращивании на гетероциклических синтетических соединениях.

2. Выявить реакцию зоны деления у крней лука посевного на действие гетероциклических синтетических соединений.

1. ОБЩАЯ ЧАСТЬ

1.1. Природные физиологически активные вещества. Их действие на тест системы

Определяя специфику природных регуляторных соединений, отмечают, что наряду с энергопластическим материалом в каждом организме всегда находятся вещества, выполняющие регуляторную функцию. Подразделения внутри этой группы устанавливают на основании чисто физиологических признаков. В ней различают энзимы, гормоны, витамины и индукторы. Энзимы, или ферменты, -это биологические катализаторы. Они способны ускорять течение различных реакций, причём сами они непосредственного участия в этих реакциях не принимают /1/.

Фитогормоны - это органические вещества небольшого молекулярного веса, образуемые в растениях в малых количествах в одних частях растений и действующие на другие их части как регуляторы и координаторы роста и развития. К ним относят ауксины, гиббереллины и цитокинины, а также абсцизовую кислоту /2/.

Витамины - это дополнительные питательные вещества отсутствие которых приводит к нарушению определённых функций. Индукторы способны возбуждать и поддерживать морфогенетические процессы, связанные  с развитием в молодом организме тех или иных тканей и органов. Эти вещества регуляторы проявляют своё  физиологическое действие при очень слабых концентрациях.  Для анализа этих физиологически активных веществ используют комплекс биологических тестов. Н.Г. Холодный отмечал, что одно и то же вещество, может выполнять различные функции: при одних условиях оно вызывает ускорение или замедление роста в длину, при других- стимулирует образование корней, утолщению стебля или корня и т.д. В этом проявляются полифункциональные свойства фитогормонов /3/.

1.1.1. Вещества, обладающие стимулирующим свойством

Существует  очень много веществ, стимулирующих рост и формообразование у растений. К таким  веществам относятся фитогормоны, вызывающие специфический ростовой и формообразовательный эффект.  Ростовые вещества могут быть так же соединениями негормональной природы. Это некоторые фенолы,  производные мочевины,  витамины. Общий принцип  гормональной регуляции клеточного роста можно представить так:  активно делящиеся клетки стеблевого или корневого апекса продуцируют относительно большое количество ауксинов, которые в силу медленного транспорта по симпласту концентрируются в одной зоне (меристеме). Локализуясь в меристеме в высоких концентрациях, ауксин принимает на себя ряд функций. Действуя на ядерный аппарат клеток меристемы, он активирует процесс клеточного деления, притягивает к зоне меристемы питательные вещества (гиббереллины и цитокинины), регулирует митотическую активность отдельных клеток меристемы, которые проявляют разную чувствительность к одной и той же концентрации ИУК. Перемещаясь базипетально концентрация ауксина уменьшается, что приводит к остановке деления и клеток и к началу их растяжения /4/.

 Ауксины  (от греческого auxo - выращиваю), вырабатываются в клетках растений, стимулирующие ростовые процессы ( рост корней у черенков, деление клеток, растяжение клеток у отрезков стеблей) В малых концентрациях ауксины ускоряют рост растений. Образуются ауксины в молодых, активно растущих частях высших растений. В растениях ауксины находятся как в свободном, так и в связанном состоянии, но биологической активностью обладает только свободные ауксины.  В растении ауксины взаимодействуют  с другими фитогормонами и с продуктами обмена веществ. Механизм действия до конца не изучен, но предполагают, что ауксины активируют биосинтез некоторых белков – ферментов, участвующих в процессе клеточного деления и растяжения/5/.

Гиббереллины - это природные регуляторы роста растений, стимулируют ряд процессов развития , обычно находящихся под контролем внешней среды.

Гиббереллин, по-видимому, играет определенную роль в явлениях покоя, цветения и плодоношения, а так же в корреляции некоторых процессов. Обработка гиббереллином  прерывает некоторые виды покоя. При выходе семян из состояния покоя в них происходит  естественное повышение содержания эндогенного гиббереллина. Гиббереллин стимулирует цветение фотопериодически чувствительных растений , а так же у растений, нуждающихся для своего развития в пониженных температурах.. Шастри и Мюир обнаружили, что при обработке цветков томатов гиббереллином в этих цветках заметно увеличивается количество способного к диффузии ауксина, который и может быть непосредственной причинной стимулирующего действия. Гиббереллины были эстрагированны из только что завязавшихся плодов и из пыльцы. Стимулируя рост стебля, гиббереллины могут подавлять рост боковых побегов. Бриан высказал предположение, что гиббереллин может снимать торможение, вызываемое некоторыми ингибиторами роста- кумарином. Свет способствует образованию в растениях гиббереллина и заменяет пребывание на холоде растений. По-видимому гиббереллины  входят в состав тех регуляторных систем, которые определяют реакцию растения на факторы внешней среды, выражающуюся в переходе к определённой стадии развития/6/.

При обсуждении действия кининов обращает на себя внимание тот факт, что вещества влияющие на деление клеток, по своей химической природе более разнообразны. Кинины способны влиять также и на многие другие ростовые процессы, например на рост листьев, апикальное доминирование, и различные световые реакции. Все такие ростовые реакции растений никак не связаны со стимуляцией клеточного деления, что и не удивительно, поскольку известно, что под влиянием кининов в клетках повышается уровень белка, ДНК и РНК. Киннины представляют собой группу разнородных веществ, которые находятся в растениях и могут участвовать во многих процессах роста и развития.  Добавление киннинов увеличивает частоту митозов в корнях. Одно из самых ярких проявлений действия кининов- это их влияние на дифференцировку.  Сильно стимулируют рост почек и тем самым ослабляют апикальное доминирование, влияют на состояние покоя. Кинины вызывают заметные изменения в белках и нуклеиновых кислотах, входящих в составтканейю.Возможно, что эти изменения лежат в основе действия кининов на клеточное деление, а так же на рост и мобилизацию веществ /7/.

Витамины - негормональные регуляторы, синтезирующиеся в растительном организме в микроколличествах. Они выполняют ряд каталитических функций, усиливают ростовые процессы, активируемые фитогормонами.

Фенольные протекторы фитогормонов - эндогенные соединения, предотвращающие разрушение или иммобилизацию регуляторных  соединений. Они являются непосредственными регуляторами метаболизма фитогормонов, то есть регуляторами обмена фитогормонов. Это фенолкарбоновые кислоты.

Фенольные синергиды  - вещества, самостоятельно в регуляции роста не учавствующие, но активирующие функцию фитогормонов/8/.

1.1.2.Влияние гиббереллина на растяжение клеток и митотическую активность

Стремление проникнуть в сущность стимулирующего влияния гиббереллина на рост появилось уже в самом начале изучения его физиологической активности. Ещё в 30 годах исследования  японскими учёными было установлено, что интенсивный рост проростков риса связан с увеличением длинны клеток.  Усиление растяжения клеток наблюдалось у проростков, обработанных гиббереллином. Позднее этот эксперимент наблюдался во многих опытах с  другими растениями/9/.

Стимуляция растяжения зависит как от дозы экзогенного гиббереллина, так и от физиологического состояния клеток. Так Кауфман  в опытах с отрезками верхнего междоузлия овса продемонстрировал следующее: в момент обработки в верхней части междоузлия начиналось растяжение клеток, а в нижней ещё преобладало деление. Наиболее чувствительные к ГК оказались клетки средней части междоузлия. Клетки нижней части междоузлия  были менее чувствительные. Под влиянием оптимальных дозировок препарата длинна клеток этих участков междоузлия возрастала в 3 раза и более. Клетки верхней части междоузлия реагировали на ГК в широком диапазоне концентраций, но стимуляция роста была незначительной.

Предположение, что стимуляция роста происходит не только путём усиления растяжения, но и благодаря увеличению количества клеток, высказывалось  ещё до обнаружения влияния гиббереллина на митотическую активность. Так в 1939 году  Ябута и Хаяси  объяснили быстрое разрастание ряски, происходящее за счёт увеличения  числа клеток, влиянием гиббереллина. также  гиббереллин значительно ускорял образования листьев у разных растений. Удобный объект для изучения влияния гиббереллина на рост на клеточном уровне представляют собой розеточные растения. Митотическая активность розеточных растений ограничена апикальной меристемой, где образуются зачатки листьев.  При переходе к образованию стебля митотическая активность распространяется на субапикальную меристему, благодаря деятельности которой образуются все ткани безлистной стрелки или облиственного стебля. Многие розеточные растения при неиндуктивных внешних условиях образуют стебель под  влиянием гиббереллина. Вскоре после нанесения ГК усиливается  митотическая активность всех тканей. Это создает субапикальную меристематическую зону, увеличивающуюся в размерах в течении нескольких дней, и приводит к удлинению. стебля. Таким образом у розеточных растений гиббереллин вызывает образование новой меристемы , которая ответственна за возникновение и рост стебля /10/.

 У растений с облиственным стеблям митотическая активность распространяется и на субапикальную меристему . Такие растения слабо реагируют на воздействие гиббереллина /11/.

Накопленные к настоящему времени данные показывают, что стимуляция роста стебля зависит от индивидуальных особенностей и физиологического состояния растений, условий роста и воздействия гиббереллином  и  других факторов. Хотя большинство травянистых растений реагируют на обработку экзогенным гиббереллином заметным усилением роста стебля, у некоторых эта реакция может быть выражена слабо; описаны случаи, когда растения были совершенно нечувствительны к гиббереллину. Причиной незначительной ростовой реакции может быть наличие воскового слоя или плотной кутикулы, препятствующей проникновению экзогенного гиббереллина. С повышением дозировки гиббереллина до оптимального уровня стимулирующий эффект и продолжительность действия обычно возрастают. Супероптимальные  дозировки в большинстве случаев вызывают такой же ростовой эффект, как и оптимальные. Однако, влияние таких дозировок часто бывает в целом неблагоприятной, наблюдается хлороз, ослабление механических тканей и в связи с этим- изгибание и полегание стебля. Иногда чрезмерно высокие дозы гиббереллина даже угнетают рост /12/.

Воздействие гиббереллином может привести к изменению размеров и формы листьев, а иногда и их числа. У злаков гиббереллин вызывает увеличение длины листовой пластинки и влагалища листа. При этом листья часто становятся уже , но площадь листа значительно увеличивается. Очень характерно образование более простых по форме листьев за счёт уменьшения рассечённости и числа долей.

Имеется много сообщений об ослаблении роста корней под влиянием гиббереллина и о подавлении корнеобразования у черенков и других изолированных частей растений. Обработка гиббереллином целых растений иногда приводит  не к ослаблению, а к заметному увеличению корневой системы. Это объясняется усиленным поступлением в икорни органических веществ, что в свою очередь является следствием стимуляции гиббереллином роста надземной части и повышения фотосинтетической деятельности листового аппарата. Но даже в этих случаях, не говоря уже о тех, когда гиббереллин угнетает рост корней, отношение веса корней к весу  надземных органов у этих растений уменьшается. Имено это отношение и следует считает характерным проявлением действия гиббереллина на интактные растения/13/.

Под влиянием гиббереллина нередко удлиняются цветоножки, увеличивается цветок, соцветие становится крупнее. При обработки в период формирования цветочных зачатков задерживается цветение и изменяется строение цветков. Обработка в период бутонизации, когда цветочные зачатки уже сформировались, способствует образованию крупных соцветий и цветков. При этом отчётливо обнаруживается локальный характер действия гиббереллина: увеличиваются в размерах лишь те цветки или части растения соцветия, на которые он был нанесён. Локальное нанесение гиббереллина на иповерхность растущих плодов некоторых растений вызывает усиление роста обработанного участка и образование ассиметричных плодов/14/.

1.1.3. Витамины

Целые растения по отношению к витаминам являются автотрофными, в то время как их отдельные органы и ткани характерезуются различной степенью гетеротрофности. Изолированные корни, которые растут в культуре, гетеротрофны в отношении витаминов группы В чаще всего тиамина, пиридоксина,  никотиновой кислоты. Для изолированных органов тканей растений витамины служат в качестве активных метаболитов и основных факторов роста, вследствие чего  отсутствие их в среде приводит к полному прекращению роста. Длительный и не прерывный рост  корней томатов, например, был достигнут в среде, содержащей помимо минеральных соединений и сахарозы, только дрожжевой экстракт . В течении последующего десятилетия в трёх лабораториях США под руководством Уайта, Роббинса и Боннера продолжались усиленные поиски тех соединений, которые входили в состав дрожжевого экстракта и обеспечивали непрерывный рост корней. Эти исследования показали, что дрожжевой экстракт можно заменить несколькими витаминами группы В и смесью аминокислот. В ходе этих исследований выявлено, что для достижения непрерывного роста корней ряда двудольных растений (томат, горох, люцерна, клевер, лен, дурман и др.) необходимо введение в питательную среду трёх витаминов (тиамин, пиридоксин, никотиновая кислота). Корни дурмана и подсолнечника могли расти в среде с тремя витаминами, корни же моркови росли с тиамином и пиридоксином, а  корни льна – с одним тиамином. В ходе изучения роли витаминов установлено, что различная потребность не только отдельных видов растений, но так же сортов и межсортовых гибридов в витаминах определяется разным уровнем синтеза их в корнях. Это подтверждалось тем, что корни некоторых растений могли расти без того или иного витамина, хотя в ряде случаев добавление этого витамина в среду приводило  к усилению роста корней. Содержание в среде всех трёх витаминов ещё не гарантирует непрерывного роста корней многих видов растений. Это может быть следствием неудовлетворения потребностей таких корней в каких-то других витаминах или факторов роста, необходимых для обеспечения нормального функционирования их меристем или обменных процессов/15/.

Роль витаминов для корней очень велика, так как они являются незаменимыми факторами роста, обеспечивая нормальный ход процессов обмена в корнях. Особенно процессы азотного и углеводного обмена, определяющие сохранение их жизнедеятельности. Корням гороха тиамин обеспечивает нормальный ход процессов клеточного дыхания в меристеме,  размер этой меристемы и интенсивность роста корней. При этом корни, непосредственно отрезанные от проростков, могут расти за счёт запасов тиамина, поступившего из семядолей и надземных частей. Так же было выявлено, что и никотиновая кислота принимает участие в процессах клеточного деления в меристемах корня. Без этих двух витаинов корни не росли/16/.

Помимо тиамина и никотиновой кислоты, большую роль для роста корней имеет также пиридоксин, который участвует в восстановлении нитратов и во многих процессах переаминирования и аминокислотного обмена.

Инозит и рибофлавин не стимулируют рост корней люцерны, а биотин даже в концентрации 0,1 мг/л сильно тормозили рост, хотя при дальнейшем уменьшении концентрации угнетающие действие пропадало. В опытах  Ли с изолированными корнями томатов выявлено ингибирующее влияние аскорбиновой кислоты, хотя корни проростков томатов, лишенные семядолей, росли под влиянием её значительно лучше. В опыте приведённым в пример выше аскорбиновая кислота не оказывала стимулирующего воздействия на рост корней люцерны, клевера и томатов.

На целых растениях были выявлены конкурентные взаимоотношения между сульфаниламидными препаратами, разрушающими в корнях рибонуклеиновую кислоту, и n- аминобензойной кислотой. Так, например, обработка семян кукурузы в 0,1% - ном растворе белого стрептоцида ( Овчаров, Поволоцкая 1957)сопровождалась значительным уменьшением роста корней и расстройством обмена, обусловленного авитаминозом. Одновременная же обработка n- аминобензойной кислотой устраняла угнетающее действие антивитамина /17/.

1.1.4. Аминокислоты

Болл (1954) проводя исследование с корнями томатов различных чистолинейных сортов и их гибридов, выявил, что введение гликокола в среду с никотиновой кислотой давало возможность заменить пиридоксин. По – видимому, соединение, заменявшее пиридоксин, в какой-то степени принимало участие в реакции переминирования, в которых обычно участвует пиридоксин.  В дальнейшем Болл выявил значительное угнетающее действие на рост корней томатов 2-диэтиламиноэтанола, которое можно было устранить при помощи 2- диметиламиноэтанола и холина. В данном случае эти соединения, вероятно, являлись антиметаболитами 2- диэтиламиноэтанола, который может активно участвовать в обменных  процессах корней. Кроме того, этаноламин, введённый в среду вместо пиридоксина, обеспечивал рост корней томатов более года, выполняя, следовательно, все функции в обмене, свойственные пиридоксину. Ингибирующее действие на корни томатов этионина устранялось метионином, гомоцистином и частично этаноламином. Поэтому можно было предполагать о значительной роли этих  трёх соединений в метаболизме корней /18/.

В опытах Фриса с проросткамигороха без семядолей при выращивании их в темноте аргинин и гликокол являлись незаменимыми факторами роста. Корни подземного клевера в среде с витаминами и дрожжевым экстрактом росли лишь не более трёх пассажей. Добавление же к этой среде глутамина и гидролизата казеина удлиняло период роста до 25 пассажей /19/.

Непрерывный рост корней ржи в среде с сахарозойдостигался лишь при содержании в среде триптофана. Непрерывный  рост корней пшеницы в среде с глюкозой также протсходил лишь при введении в среду триптофана.

Эти данные позволяют сделать выводы, что корни  многих двудольных растений успешно растут в средах без аминокислот, но корни однодольных без них неспособны к росту и достижение непрерывного роста корней этих растений определяется содержанием в среде аминокислот/20/.

1.1.5. Фенольные соединения

 Сравнительно недавно выявлено, что ряд фенольных соединений, являющихся ароматическими предшественниками лигнина в растениях, можно отнести к физиологически активным веществам, которые активно участвуют в процессах роста как целых растений , так и их органов и тканей в изолированной культуре.

Опыты показали, что ванилин, феруловая кислота, коричная кислота, конифериловый спирт в концентрации 3*10-4 г/л стимулировали рост каллусовой ткани моркови. При этом оказалось, что в тканях, росших в среде, содержавшей ванилин, активность фермента пероксидазы значительно возрастала. Ванилин, по-видимому, способствовал индуцированному синтезу фермента. Что сопровождалось изменением ростовых процессов, которые регулируются ауксиноксидазной системой, являющейся, по современным предсталениям, пероксидазной и состоящей из трёх различных пероксидаз,которым для окисления ИУК необходим фактор фенольного типа.

Такие соединения ,ванилин, кониферин, коричная кислота, могут влиять на рост корней, стимулируя в отдельных случаях при небольших концентрациях их рост. Ванилин в очень малой концентрации стимулирует рост корней, при высоких концентрациях в гораздо меньшей степени тормозит рост/21/.

Феруловая кислота стимулирует рост при концентрации от 0,15 до 12 мг/л. При совместном действии феруловой кислоты и ИУК происходит угнетение роста растений. При этом оба соединения были взяты в тех концентрациях, которые при раздельном внесении в среду не обладали тормозящим действием.

Аналогичное тормозящее действие этих соединений при совместном введении их в среду установлено в опытах с изолированными галловыми опухолевыми тканями дикого винограда. В данном случае одна феруловая кислота проявляла стимулирующее действие, а ИУК не угнетала рост/22/.

1.1.6. Антибиотики

Широкое использование антибиотиков химиотерапии, естественно, потребовало объяснения механизма их действия на живые системы.  Были проведены многочисленные исследования с микроорганизмами. При этом  оказалось, что действие антибиотиков затрагивает механизмы, свойственные жизненным процессам, протекающим в клетках не только микроорганизмов, но также растений и животных. Из большего числа, используемых в химиотерапии антибиотиков наибольшее внимание привлёк левомицетин, сущность действия которого состоит в замедлении процессов синтеза белка.

В связи с этим были проведены испытания его действия на корни люцерны Молотковским и Смирновым 1963. Левомицетин  использовали в концентрациях от 0,5 до 500 мг/л. Корни в средах с различными концентрациями левомицетина выращивали в течение шести и семи дней. При малой дозе левомицетин тормозит рост главного корня в длину, но стимулирует рост боковых корней. При дозе же 5мг/л происходит сильное угнетение роста как главного, так и боковых корней. Образование боковых корней при этом уменьшалось более чем вдвое.

Тормозящее действие левомицетина на корни устранялось при помощи кинетина. При этом кинетин в тканях корней, вероятно, способствовал накоплению аминокислот и препятствовал проявлению тормозящего действия левомицетина на процесс синтеза белка. Увеличение содержания аминокислот в листьях, обработанных кинетином было подтверженно экспериментально/23/

Для изучения характера действия левомицетина в дозе 5 мг/л на накопление сырого  и сухого веса растения был проведён другой опыт с люцерной.  Левомицетин в указанной дозе уменьшил накопление сырой массы за семидневный период роста на 75, а сухого веса на 70 %. Причиной такого резкого уменьшения прироста сырой

 И сухой массы явилось сильное подавление левомицетином синтеза белка в растении/24/.

1.1.7. Вещества, обладающие ингибирующим свойством

Если бы не существовало средств, ограничивающих рост и развитие, то это стало бы вредно растению.

Ингибиторы роста растений, вещества, тормозящие рост растений (подавляющие распускание почек, прорастание семян и рост стебля) Природные ингибиторы роста накапливаются в больших количествах  в тканях почек семян осенью в период приостановки процессов роста при переходе растения в состояние покоя. Весной, перед распусканием почек и прорастанием семян содержание ингибиторов роста резко снижаются. К числу природных ингибиторов роста относятся соединения фенольной и терпеноидной природы. Ингибиторы роста способны подавлять стимулирующее действие на ростовые процессы всех известных фитогормонов. Для обработки растений с целью задержки их роста используют синтетические Ингибиторы роста: антогонисты транспорта ауксинов, ретарданты, подавляющие рост стебля, морфактины, нарушающие морфогенез /25/.

Природные ингибиторы способны взаимодействовать  с фитогормонами на уровне их функционирования. Они подавляют функции фитогормонов через угнетение общих звеньев метобализма, без которых рост не возможен; инактивация фитогормонов путём прямого образования типа «фитогормон- ингибитор»; ускорение окислительной деградации фитогормонов, в частности ауксинов.  Ингибиторы  роста чрезвычайно широко распространены в растениях. Токсические соединения или ингибиторы выделяли из растений на протяжении многих лет. Растения могут выделять  ингибиторы в окружающую почву или в жидкую среду, где эти вещества оказывают затем тормозящее действие на рост как тех же самых растений, так и конкурирующих с ними видов. Ингибиторы роста являются основными компонентами системы, осуществляющей эндогенную регуляцию роста и развития растений/26/.

Природные ингибиторы фенольной природы:

Кумарин - Бесцветные кристаллы с запахом свежескошенного сена. Кумарин растворим в спирте  и эфире , в воде — плохо. В виде гликозидов содержится во многих растениях, среди них — представители семейства Астровые. В промышленности кумарин получают из салицилового альдегида и уксусного ангидрида. Так например Салициловая кислота (2-гидроксибензойная кислота), С₆Н₄(ОН)СООН; бесцветные кристаллы, хорошо растворима в этаноле,и других полярных органических растворителях, плохо растворима в воде. Выделена из ивововой коры итальянским химиком Рафаэлем Пириа и затем синтезирована им же. В природе встречается в растениях в виде производных — главным образом в виде гликозида метилового эфира (в частности, салициловая кислота была впервые выделена из коры ивы Salix L., откуда и происходит название), свободная салициловая кислота наряду с салициловым альдегидом в небольших количествах содержится в эфирном  масле, выделяемых из цветов некоторых видов спиреи/27/.

Примером  природного ингибитора терпеноидной природы послужитат   Абсцизины или абсцизовая кислота— один из фитогормонов. Подавляет ростовые реакции растений, которые вызываются ауксинами, гиббереллинами и цитокининами. Тормозит дифференцировку хлоропластов, задерживает прорастание семян, распускание почек вызывает опадение черешков, листьев, завязей и плодов, закрывание устьиц. Её количество резко возрастает при водном дефиците/28/.

Природные ингибиторы- абсцизины (дормины, абсцизовая кислота) обладают широким диапазоном действия и вызывают эффекты противоположные ауксинам, гиббереллинам и кининам. Они ускоряют опадение листьев и плодов, задерживают зацветание некоторых длиннодневных видов при индуктивном фотопериоде, ингибируют распускание почек, способствует переходу растений в состояние покоя, задерживают деление клеток культуры тканей/29/.

Абсцизовая кислота выступает как антогонист гибберелиннов  и ингибирует вызываемые ими реакции. Это относится к эффектам гиббереллинов, связанным с процессами роста, прорастания семян и с влиянием ГК на ферментативную активность алейронового слоя семян злаков. По мнению  Чриспилса и Вернера в алейроновом слое абсцизовая кислота ингибирует синтез специфических фракций РНК, необходимых для синтеза а- амилазы. По данным Борнмана ГК и абсцизоваевая кислота вызывают в отделительном слое различные анатомические изменения, приводящие, однако, в обоих случаях к ускорению опадения черешков /30/.

Так же природным ингибитором является этилен это ингибитор роста негормональной природы. Вызывает опадение листьев, изгибы черешков, торможение роста проростков. Тормозит транспорт ауксинов ускоряет созревание плодов/31/.

В плодах и проростках некоторых растений и в бурых водорослях были обнаружены природные ингибиторы, обладающие антигиббереллиновой активностью. Эти вещества не подавляли рост карликового гороха, но подавляли рост, индуцированный ГК, их действие могло быть перекрыто высокими дозами экзогенной ГК. Химическая природа этих гиббереллинов ещё не известна, но установлено, что частично они представлены абсцизоевой кислотой /32/.

В экстрактах побегов цитрусовых найдены вещества, обладающие антигибберелиновой активностью в другом тестена гиббереллины- они тормозят индуцированное ГК выделение а-амилазы эндоспермом ячменя /33/.

1.2. Использование синтетических регуляторов роста различной природы

Открытие фитогормонов привело к стремлению создавать различные синтетические регуляторы роста, которые помогут добиться определённых результатов как в культивировании растений, так и в сельском хозяйстве. Ещё в 50 годах, когда физиологи ничего не знали ни о гиббереллинах ни о цитокининах, были развиты основные направления применения химических стимуляторов роста и гербицидов в растениеводстве.

На базе анализа свойств природных ауксинов и прежде всего ИУК были синтезированы её аналоги: B-индол-3- масляная кислота и a- нафтилуксусная кислота или их соли с аммиаком, аминами и щелочными металлами, которые лучше растворимы в воде и более удобны в обращении. Подробно изучены в качестве стимуляторов корнеобразования и другие соединения: бензойная кислота, производные тиофена, тиазол и другие. Все эти вещества органические соединения иного типа, чем питптельные вещества, вызывающие стимуляцию или ингибирование процессов роста и развития растений/34/.

1.2.1. Синтетические ингибиторы

За последние годы химическим путём были получены некоторые синтетические ингибиторы. Эти соединения составляют несколько групп, обладающих специфической функцией: ретарданты, подавляющие рост стеблей, антиауксины, тормозящие передвижение бета-индулилоуксусной кислоты и её аналогов по растению; морфактины, нарушающие нормальное протекание формообразовательных процессов в апексах растений; парализаторы типа дикагулака, резко останавливающие рост всех органов, антигиббереллины /35/.

 Некоторые примеры синтетических ингибиторов:

 Амо-1618 (четвертичная аммониевая соль пиперпидинкарбоксилата) угнетает рост стебля в длину, её действие можно предотвратить с помощью гиббереллина.

 Фосфон (хлорофосфорная соль) – антогонист гиббереллина, эффективный ингибитор роста.

 ССС (хлорпроизводное холина) сильно угнетает рост. У семян салата вызывает состояние покоя, тормозит цветение у растений длинного дня/9/.

Характер воздействия синтетических ингибиторов на растения противоположен  действию гиббереллинов. Так ретардант ССС тормозит ост стебля, интенсифицирует зелёную окраску листьев, задерживает цветение, особенно растения длинного дня. Морфактины нарушают нормальное заложение цветочных почек, их распускание и развитие стебля, нейтрализуют стимулирующее действие ГК на рост проростков карликового гороха, но не влияет на синтез а-амилазы в эндосперме ячменя  /36/.

1.2.2. Синтетические стимуляторы роста

Стимуляторы роста - регуляторы, активирующие отдельные фазы роста и органогенеза растений. К ним относятся, как говорилось раньше, ауксины и их синтетические аналоги - альфа-нафтилуксусная кислота, индолилмасляная кислота и 2,4 – Д. Стимуляторы роста применяют для активации корнеобразования, роста культуры тканей, предотвращения опадения плодов/37/.

Гербициды - синтетические препараты, которые убивают растения. Различают гербициды общего действия, уничтожающие всю растительность, селективные - для борьбы с сорняками в монокультурах. Под их действием вначале нарушается полярность, утолщаются побеги, опадают листья, наступают патологические морфозы, что приводит к гибели растения.

Ретарданты - химические соединения разных классов, избирательно ингибирующие рост стеблей растений. К ним относятся хлорхолихлорид(ССС), фосфон и В-9.

Существуют так же химические аналоги природных ингибиторов – синтетические соединения, аналоги этилена, фенольных ингибиторов, кумаринов и абсцизовой кислоты, обладающие сильным гербицидным или дефолирующим действием/38/

Усиление активности корнеобразования деревьев и кустарников и, в дальнейшем, повышение их приживаемости в послепосадочный период может быть достигнуто путем использования регуля­торов роста растений группы ауксина: гетероауксин, корневин или корневой.

Гетероауксин. Синтетический регулятор роста растений. Относится к классу гетероцикличес­ких соединений. Выпускается в форме растворимого порошка с содержанием 950 г/кг калиевой со­ли и таблетки с содержанием 850 г/кг калиевой соли от бело-розового до красно-коричневого цве­та с запахом индола. Применяется для обработки саженцев с оголенной корневой системой перед посадкой путем обмакивания или замачивания на 1-2 часа. Норма расхода: препарата - 0,2 г/10 л воды, рабочей жидкости - 10 л/20 шт/39/.

Корневин. Синтетические регуляторы роста растений. Относятся к химическому классу индолов. Представляют собой смачивающиеся порошки с содержанием действующего веще­ства 5 г/кг. С целью повышения приживаемости саженцев декоративных деревьев и кустарников при их пересадке применяются путем обмакивания или замачивания корневых систем на 6 часов в норме расхода препарата 1 г/л и рабочей жидкости 50 л/50 шт. саженцев. При посадке саженцев с закрытой корневой системой в весенний и осенний периоды проводят полив почвы рабочим раствором регуляторов роста сразу после посадки вокруг растений. С целью активизации процессов корнеобразования зеленых насаждений, а также улучшения почвенного питания в процессе содержания насаждений должно проводиться внесение биокомпостов. Биокомпосты, обладая хорошими физико-механическими свойствами, существенно улучшают агрономические свойства, структуру и микробиологическую активность почвы/40/

Термофил. Биокомпост, сбалансированный по питательным веществам и микроэлементам, представляет собой рассыпчатую массу темного цвета с массовой долей органического вещества в пересчете на углерод не менее 40%. Содержит макроэлементы: азот - не менее 2,3%, фосфор - не менее 1,4%, калий - не менее 0,3%. Вносить биокомпост целесообразно в насаждениях интенсивной рекреации один раз в 2 года, в насаждениях ограниченного пользования - один раз в три года, под красивоцветущие кустарники и в насаждениях вдоль автомагистралей – ежегодно/41/.

В качестве регуляторов роста растений, способствующих повышению декоративности и устой­чивости зеленых насаждений к неблагоприятным условиям окружающей среды, можно использовать биопрепараты Активит МБ и Витаминный комплекс.

Активит МБ. Биоактивный препарат, содержащий микроэлементы (молибден - 3%, бор - 1%) и регулятор роста растений (натриевая соль гиббереллиновых кислот) - 0,01%. Представляет собой кристаллический порошок белого цвета, без запаха. Механизм действия препарата основан на ускорении обменных процессов в растениях на уровне клеточного метаболизма. При внесении в почву входящие в состав препарата микроэлемен­ты (бор и молибден) способствуют активизации процесса фиксации атмосферного азота почвенны­ми микроорганизмами. Наиболее характерный физиологический эффект от применения гиббереллина - ускорение роста органов растений благодаря делению и растяжению растительных клеток/42/.

Витаминный биокомплекс. Биопрепарат, сбалансированный по питательным веществам и биологически активным компонентам. Представляет собой однородную суспензию коричневого цвета. Содержит макроэлементы: азота - 3,7%, фосфора - 2,2%, калия - 1 %, микроэлементы (цинк и кобальт) - 0,015%, биологически активные добавки (мезоинозит, индолилуксусная кислота, гиббереллиновая кислота, витамины группы В) - 0,2%, рН - 4-4,2 /43/.

1.3. Классификация тест систем по времени получения информации и качеству получения информации

    Биологические тесты – это объекты, чувствительные к определённым регуляторам роста. К ним относят отрезки стеблей, листьев, семядолей, проростки, семена, которые активно реагируют на экзогенно вводимые регуляторы. Биологический тест должен быть чувствителен к применяемому веществу, тест должен реагировать только на определённое вещество. Часто для анализа одного вещества используют комплекс биологических тестов, который позволяет не только установить класс, к которому относится испытуемое вещество, но и выявить его более детальную химическую структуру. Хорошо разработан этот приём для идентификации гиббереллинов.  Для комплекса биотестов обычно выбирают биологические пробы с разнообразными биологическими реакциями. Для обнаружения ингибиторных веществ применяют тесты на прорастание семян горчицы или салата, подавление роста корней. Обязательно вещество должно быть хорошо очищенным. Биотест-это своеобразный индикаторный приём, позволяющий обнаружить определённый класс регуляторов и оценить его активность, а иногда, в особо очищенных экстрактах, и содержание.  Следует помнить, что все фитогормоны были открыты с помощью биологических тестов/44/.

Для биотестирования отработано немало методов на различных культурах: белой горчице(Sinapis alba L.), озимой и яровой пшенице(Triticum aestivum L.), овсе(Avena L.), гречихе (Fagopyrum L.), огурце(Cucumis L.), кресс-салате(Lepidium sativum L.), сое (Glycine L.), льне (Linum L.), ежи сборной (Dactylis glomerata L.) (В.А.Зинченко,1972; Использование метода биоиндик.,1990; Ю.Роля и др.,1975; П.К. Солдатов и др., 1998; В.И.Шершунова, 1993, 1995).

На горчице учитывают степень ингибирования первичного корешка проростка после обработки семян противодвудольным гербицидом. Определяют также увядание растений, торможение прироста листьев надземной массы проростков.

Овес и рис используют как индикаторы почвенных противозлаковых гербицидов, так как это наиболее чувствительные виды среди злаковых культур. При этом основным тестом является ингибирование роста зародышевого корня и листа.

Редис является традиционным биотестом при исследовании остатков пестицидов в почве и конечной продукции растениеводства, т.к. обладает по сравнению с другими объектами как наиболее высокой чувствительностью к фитотоксичным препаратам, что обусловлено высокой энергией прорастания его семян и скороспелостью культуры (Н.П.Дубинин, Ю.В.Пашин, 1978).

На огурце и гречихе тестируют гербициды - производные мочевины и фенилкарбаматы. При этом у огурца учитывают рост первичного корня, у гречихи - утолщение стебля, деформацию зародышевых листьев, а также торможение роста. Кресс-салат используется как тест - объект для оценки загрязнения воздуха и почвы. Тест длится 10 дней. При наличии вредных веществ снижается процент всхожести и ингибируется рост зародышевых корешков. К недостаткам данного теста можно отнести неспецифичные изменения, затрудняющие выявление конкретного загрязнителя. Очевидно, это объясняется наличием генетической неоднородности культуры (Биоиндик. загряз...,1988).

Действие пестицидов на злаках обнаруживается по их влиянию на морфогенез растений, проявляющейся в изменениях типа морфозов. У озимой пшеницы, при высокой пестицидной нагрузке (2,4Д), диален, лонтрел, тилт, байлетон, метафос) наиболее распространенным и устойчивым типом морфоза является "мутовка", т.е. увеличение числа колосков на уступе колосового стержня. Внесение минеральных удобрений может также прямо или косвенно приводить к появлению морфозов колоса у озимой пшеницы ( в пределах 7% -39% в зависимости от гидротермического режима и вида удобрений). Колосовые морфозы и фазовый индекс, характеризуя интенсивность воздействия на растение агрохимикатов и других повреждающих факторов, могут быть успешно использованы в качестве диагностической тест- системы (И.Ф.Лапочкина и др.,1995; С.О.Ушкалова, 1993; В.И.Дорожкин, Л.Е.Бояринцев, 1995; В.И.Танский и др., 1998).

Видимо, успешное решение проблем биоиндикации во многом будет определяться подбором, а иногда и направленным созданием сортов(линий) культурных растений, чувствительных к загрязнению. К сожалению, в настоящее время подобные сорта и линии в России отсутствуют. Поэтому усилия исследователей должны быть направлены на поиск перспективных форм и работу с ними. Так, в Англии, специально выведен сорт табака Bel W3, характеризующийся восприимчивостью к содержанию озона в воздухе. C помощью этого сорта была создана картосхема Британских островов, характеризующая их загрязнение озоном. При слабом воздействии озона на табак через несколько дней по всей поверхности листовой пластинки образуется густая сеть некротических пятен серебристого цвета. В качестве эталона сравнения одновременно высаживается относительно устойчивый к озону сорт табака Bel B (W.J.Manming, W.A.Feder,1980; S.Schiele and et.al.,1981).

Успешное применение находят дикорастущие фитотесты в частности из семейства рясковых. Рясковые - самые мелкие цветковые растения, при благоприятных условиях размножаются круглогодично (преимущественно вегетативно). Интенсивность фототаксиса хлоропластов в листецах ряски, оцениваемая по изменению количества хлоропластов в эпистрофном положении, можно рассматривать как чувствительный показатель, свидетельствующий о степени загрязнения элементов агроландшафта. Явление отрицательного фототаксиса и послужило основой метода фитотестирования (А.Г.Ломагин, Л.В.Ульянова,1993). Благодаря этим преимуществам ряску можно назвать ''экологической дрозофилой''. Ряска малая (Lemna minor L.) и ряска тройчатая (Lemna trisulcs L.), чувствительны к загрязнению воды, при содержании в ней до 10 мкг/мл ионов Ba, Cu, Mg, Fe, Co (С.Г.Галактионов, В.М.Юдин, 1980). На каждый загрязнитель у видов рясок проявляется специфическая реакция. На медь (0,1- 0,.25 мг/мл) - листецы реагируют полным рассоединением из групп и изменением окраски с зеленой на голубую; реакция проявляется через 4 часа после воздействия. На цинк (0,025мг/мл) реакция заключается в изменении окраски листеца : с насыщенно зеленой до бесцветной; где зелеными остаются только точки роста; барий(0,1-0,25 мг/мл) вызывает полное рассоединение листецов, отпадание корней и изменение окраски с зеленой на молочно-белую; кобальт (0,25-0,0025 мг/мл) - полную приостановку роста и потерю окраски (Н.Г.Малюга и др.,1996).

Типы чувствительности биоиндикаторов

В зависимости от скорости проявления биоиндикаторных реакций выделяют несколько различных типов чувствительности тест-организмов:

   I тип - биоиндикатор проявляет внезапную и сильную реакцию, продолжающуюся некоторое время, после чего перестает реагировать на загрязнитель.

II тип - биоиндикатор в течении длительного времени линейно реагирует на воздействие возрастающей концентрации загрязнителя.

III тип - после немедленной, сильной реакции у биоиндикатора наблюдается ее затухание, сначала резкое, затем постепенное.

IV тип - под влиянием загрязнителя реакция биоиндикатора постепенно становится все более интенсивной, однако достигнув максимума постепенно затухает.

V тип - реакция и типы неоднократно повторяются, возникает осцилляция биоиндикаторных параметров (Биоиндикация наземных экосистем, 1988).

Для экотоксикологического картирования агроландшафта можно использовать биоиндикаторы, аккумулирующие загрязнители по безбарьерному типу, т.е. прямо-пропорционально их концентрации во внешней среде. Например, покровные ткани растений (кора) и животных (шерсть) представляются малоактивными индикаторами для этого метода. Листья, цветки и другие органы растений накапливают поллютанты по фонобарьерному типу (Научные основы мониторинга...,1992). Подобные органы и ткани приемлемы для биотестирования загрязнения почв, вод и атмосферы. (Гераськин С.А., 1993; Использование методов биоиндикации, 1990; Соколов М.С. и др., 1999)

Требования к биоиндикаторам

Для объективной оценки загрязнения агроценоза ксенобиотиками необходимы адекватные тест-системы и фитотесты, реагирующие на комплекс загрязнителей и пригодные для выявления мутагенного потенциала встречающихся в агросфере поллютантов. При этом индикаторы должны удовлетворять ряду требований:

 1. Накопление загрязняющих веществ не должно приводить к гибели тест-организмов;

2. Численность тест-организмов должна быть достаточной для отбора, т.е. без влияния на их воспроизводство;

3. В случае долгосрочных наблюдений предпочтительны многолетние виды флоры ;

4. Фитотесты должны быть генетически однородными;

5. Должна быть обеспечена легкость взятия проб;

6. Должна реализоваться относительная быстрота проведения тестирования;

7. Биотесты должны обеспечивать получение достаточно точных и воспроизводимых результатов;

8. Биоиндикаторы должны быть одновозрастными и характеризоваться, по-возможности, близкими свойствами;

9. Диапазон погрешностей измерений( по сравнению с классическими или эталонными методами тестирования) не должен превышать 20-30%;

10. При выборе тест-организмов предпочтение следует отдавать регистрации функциональных, этологических, цитогенетических изменений отдельных индикаторных процессов биоты, а не только изменению ее структуры , численности или биомассы, т.к. эти последние являются более консервативными (К.С.Бурдин, 1985; Биоиндикация заг.наз.экосистем.,1988; Научные основ.монит.земель., 1992; Н.П.Дубинин, Ю.В.Пашин, 1978; В.Г.Минеев и др.,1991; М.С.Соколов, В.И.Терехов, 1994; Т.М. Умылина, 1989).

При биоиндикации агроценоза необходимо учитывать и тератогенный эффект загрязнителей, т.е. способность вызывать у тест-организмов различные пороки развития (Э.И.Слепян, 1979). Последствия действия тератогенных загрязнителей различны: в одних случаях тератогенез может охватывать лишь клеточные органеллы, отдельные клетки: в других - затрагивает ткани, органы и весь организм. Поэтому следует учитывать подобные изменения с помощью известных тест-систем, а также отрабатывать новые методы биоиндикации тератогенного действия загрязнителей /45/.

1.3.1 Биотесты на цитокинин

Используя современную методику тканевых культур, Яблонский и Скуг в 1954г. Они показали, что небольшой кусочек сосудистой ткани, культивируемый на срезе сердцевинной паренхимы, вызывает деление паренхимных   клеток, которые до этого не делились. В 1955г. Миллер и его сотрудники отделили от дрожжевой ДНК активный стимулятор клеточного деления,  способное стимулировать клеточное деление, его назвали кинетином/46/.

Влияние цитокининов на рост целых растений.  Кинетин, добавленный в крайне низких концентрациях к раствору Кнопа, стимулировал рост проростков подсолнечника, фасоли и люпина, растений ряски в темноте, проростков редиса на свету. Погружение растений табака на 1 час корнями в раствор цитокинина  вызывало значительное усиление роста листьев на растении и повышало в них содержание калия. Особо интересны сведения полученные в 1970г Турковой и Сабо, которые показали, что однократное опрыскивание растений подсолнечника раствором кинетина на фоне высокой дозы азотного питания вызывает значительную прибавку общего веса растений и увеличение веса корзинок. Подобное опрыскивание ускоряет и зацветание растений подсолнечника/47/.

Метод Скуга и Миллера 1956 основан на измерение листовых дисков, обработанных кинитином. Кинитины способствуют сохранению зелёной окраски листьев при старении.

Работами школы Мотеса 1959 было доказано, что увеличение количества белков и нуклеиновых кислот в листьях происходит при обработки листьев киннетином. т. к. введение киннинов в листья вызывает приток питательных веществ  к обработанной зоне/48/.

1.3.2 Биотесты на ауксины

Опыты с прорастанием семян тыквы и с ростом их семядолей показали, что этот процесс сопровождается резким изменением уровня АБК, наблюдаемым уже в первые часы роста изолированных семядолей.  Начальный этап роста семядолей сопровождался изменением соотношения аусинов и ингибиторов-резко падает АБК в обоих вариантах. БАП вызывает  образование ауксинов, в том числе и ИУК. Эта перестройка предшествует активному увелечению семядолей.  В опытах показано стимуляторное действие  ИУК. Следующий этап роста сопровождается снижением ауксинов, что связанно со старением организма.

В процессе роста проростка гречихи семядоли были активным центром локализации ауксинов, количество которых возрастало на свету. Семядоли, находящиеся в темноте, тормозили рост гипокотильной петли и блокировали её раскрывание. Удаление семядолей в темноте приводило к выпрямлению проростка. Процесс выпрямления можно приостановить, если в гипокотиле оставить семядоли или в инкубационную среду ввести ИУК. Чем большая доза ИУК была введена в среду, тем активнее был изгиб, имитировавший действие самих семядолей, оставленных на проростке.  Таким образом ИУК в начале роста проростка выполняет роль блокирующего раскрывание гипокотильной петли факторы. В темноте преимущественно растягивается средняя часть проростка, но петля не растёт, а на свету, наоборот, рост гипокотиля тормозится, и зона петли растягивается и раскрывается. В темноте ИУК тормозит раскрывание петли и стимулирует растяжение  средней части гипокотиля. В гипокотиле в темноте обнаруживаются ауксины, активность которых, резко снижается на свету. Можно предположить, что такое формативное действие света связанно с зеленением проростков, с его влиянием на рост через усиление процессов фотосинтеза.

Корреляция предположила возможность блокирующего действия ауксина на рост боковых корней, причём эта блокировка усиливалась при нанесении на основной корень дополнительной дозы ИУК. Если ИУК нанести на лист, то это приводит не только к подавлению роста эпикотиля, но и активизации ризогенеза у черенка фасоли/49/. 

Шастри и Мюир (1963) обнаружил, что при обработки цветков томатов гиббереллином в этих цвеиках заметно увеличивается количество способного к диффузии ауксина, который  есть причина стимулирующего действия.

1.3.3. Биотесты на гиббереллины

Гиббереллины были открыты благодаря их способности усиливать рост растений. Эта способность к стимуляции роста выражена у гиббереллинов сильнее, чем у ауксинов. Это способность к стимуляции роста выражена у гиббереллинов сильнее, чем у ауксинов. У злаков, например  у риса, вызывают вытягивание как листьев, так и стеблей. У широколиственных растений чрезвычайно резко усиливается рост стебля. Капуста может, например, достичь в высоту почти 2 м, а кустовая фасоль может превратится во вьющуюся. Стимуляция роста стеблей в опытах с целыми растениями проявляется более отчётливо, нежели в опытах с отрезками стеблей; однако влияние на рост листьев часто усиливается после отделения листа от растения. Савад и Куросава, 1924г. Произвели тщательное количественное исследования, приведённое на растениях Hyoscyamus в период выбрасывания стрелки и обнаружили, что основное влияние на рост заключается в стимуляции клеточных делений в зоне, прилегающей к верхушке стебля. Хабер и Люипполд, облучая проростки дозой гиббереллина, предотвращающей митоз, наблюдали сильное стимулирующее действие гиббереллина исключительно на рост в фазе растяжения.

Гиббереллин не только эффективно стимулирует рост, Это природный компонент растений и участвует в эндогенной регуляции роста, а также связан с состоянием покоя, цветения и реакцией растений на свет и температуру.

Мураками, 1961г.,  изучая проростки, нашёл, что содержание гиббереллина заметно снижается в течении первых двух недель прорастания семян ипомеи. Более богаты гиббереллином быстро растущие ткани, например развертывающиеся семядоли и листья Один из наиболее поразительных примеров действия гиббереллина – это его влияние на рост карликовых мутантов. Финней(1956) сообщил, что под действием гиббереллина некоторые карликовые мутанты кукурузы вырастают до нормальных размеров. Бриан и Хемминг(1955) наблюдали сильное стимулирование роста карликовых растений гороха гиббереллином, причём 11 разных сортов реагировали на гиббереллин по разному в зависимости от степени карликовости. В тоже время обработка карликовых растений  ауксином не оказала никакого воздействия на их рост.

По данным Като(1958) веление гиббереллина устраняло торможение роста, вызванное кумарином у отрезков стебля гороха. Филипс (1961) что искусственный покой семян салата после обработки нарингенином можно устранить введением гиббереллина/50/.

1.4. Особенности гормонального регулирования роста растений на примере опытов учёных

1.4.1 Влияние разных способов обработки растений гиббереллином на рост и содержание гибереллиноподобных веществ

Г.М. Живухина, М.А. Балыкова, Г.Н. Фирсанова

Способ обработки растений гиббереллином влияет на характер ростовых процессов. В литературе имеются данные об изменении роста стеблей и листьев в зависимости от места и способа нанесения гиббереллина. Действия гиббереллина на рост корней также проявляется по-разному. Известно, что обработка ГК повышает содержание эндогенных гиббереллиноподобных веществ в тканях растений, а также увеличивает количество ауксинов. Однако, наблюдений по изменению содержания ГПВ в разных органах растений в связи с изменениями темпов их роста почти не проводилось.

В настоящей работе продолжено изучение влияния разных способов обработки растений гиббереллином на рост разных органов растений и содержание в них гиббереллиноподобных веществ.

Методика работы.

Схема опыта включала следующие варианты:

1.            Контроль

2.            Нанесение гиббереллина капельным способом на верхушечную почку (ГК8).

3.            Нанесение гиббереллина капельным способом на нижнюю пазушную почку (ГК8).

4.            Опрыскивание растений гиббереллином (ГКопр).

5.            Обработка гиббереллином корней (ГКк)

В качестве объекта исследования были взяты прорстки гороха сорта Немчиновский. Опыты ставились в водных культурах на питательной смеси Кнопа. На верхушечную и пазушную почки раствор гиббереллина наносился в течение десяти дней по одной капле ежедневно. Опрыскивание проводилось один раз. Корневую систему обрабатывали однократно путём добавления гиббереллина в раствор Кнопа. Обрабатывались растения в возрасте 12-ти дней (фаза 3-х листьев). Независимо от способа обработки каждое растение получило одинаковую дозу гиббереллина 0,02мг.  Повторность опыта четырёхкратная. В каждом варианте насчитывалось по 220 растений. Опыт был поставлен дважды.

Результаты.

1.   Под влиянием обработки гиббереллином содержание ГПВ в верхней части побега гороха возрастало, количество ингибиторов – падало. Рост верхних междоузлий по сравнению с контролем усиливался.

2.   Степень действия гиббереллина зависела от места и способа его нанесения. Наибольшее усиление роста стебля наблюдалось при нанесении гиббереллина на верхушечную и нижние пазушные почки. А также при опрыскивании растений.

3.   Обработка растений гиббереллином снижала содержание эндогенных ГПВ в корнях и увеличивала количество ингибиторов. Рост корня в длину, сырой и сухой вес уменьшались/51/.

1.4.2. Влияние гиббереллина и кумарина на рост проростков ячменя.

Якушкина Н.И., Глинина Н.А.

Методика.

Проростки ячменя выращивались в полиэтиленовых кюветах высотой 5 см на фильтрованной бумаге. Семена замачивались в дистиллированной воде в течение 20 часов, раскладывались на влажную фильтрованную бумагу и выдерживались в темноте при периодическом увлажнении четыре дня. Затем проростки выставлялись на свет и обильно поливались 50-процентной смесью кнопа.  Через час избыток смеси сливался. На следующий день контрольные растения поливались той же питательной смесью, растения в варианте с гиббереллином – питательной смесью, содержащей гиббереллин в концентрации 10мг/л, в варианте с кумарином – кумарин в концентрации 50мг/л. На каждую кювету расходовалось 80 мл раствора. Растворы вносились в два приёма по 40 мл с промежутком в 8 часов. Через сутки растворы, содержащие гиббереллин и кумарин тщательно сливались. После чего растения обильно  поливались 50-процентной смесью Кнопа, избыток которой сливался через час. Такой полив проводился во все последующие дни выращивания. Проводилось измерение роста проростков в высоту, определение сырого и сухого веса.

Результаты.

1.   Гиббереллин при внесении в питательную смесь оказывает положительное влияние на увеличение роста в высоту и увеличением сырого и сухого веса проростков ячменя.

2.   Кумарин тормозит рост проростков ячменя в высоту в первые три дня после его внесения. Затем его влияние на этот показатель сглаживается/23/.

1.4.3. Влияние индолилуксусной кислоты и гиббереллина на ростовую реакцию некоторых биотестов

Л.П. Груздева

Большое значение в регуляции роста растений имеют регуляторы типа ауксинов и гиббереллинов . Для изучения регуляторов роста растений очень часто используются различные биотесты. Для определения ауксинов предложены различные биотесты: тест на изгиб колеоптилей пшеницы, тест на линейный рост колеоптилей пшеницы и овса и др.

Ранее было изучено содержание ауксинов в колеоптилях пшеницы разного возраста. Установлено, что с возрастом колеолептилей содержание ауксинов меняется. Наибольшее количество ауксинов содержалось в колеоптилях в период деления клеток, в возрасте 36-42 часов. При переходе клеток к растяжению количество ауксинов снижается.

Известно (8-10), что очень часто ауксин стимулирует рост растяжением, поэтому для количественного определения эндогенных ауксинов при помощи биотеста следует брать отрезки колеоптилей, клетки которых находятся в начале растяжения. Для колеоптилей пшеницы этот возраст – 72 часа с момента замачивания семян.

Нашей задачей было выяснить, в каком возрасте колеоптили злаков наиболее сильно реагируют на вносимый фитогормон.

Материалы и методы.

В работе определялась ростовая реакция на фитогормон некоторых злаковых культур по методу В.И. Кефели и Р.А. Турецкой, а также по методу А.Н. Бояркина .

В качестве инкубационной среды были испытаны дистиллированная вода и 2% раствор сахарозы. Ростовые вещества брались в следующих концентрациях6 ИУК от 0,01 мг/л до 150 мг/л, ГК от 0,01 мг/л до 100 мг/л. Объектом исследования являлись этиолированные колеоптили пшеницы сорта «Минская», овса сорта 2Победа», ржи сорта «Вятка-2». Кукурузы сорта «Воронежская-80».

Результаты и обсуждения.

Для выяснения ростовой реакции проростков злаковых культур на вносимые ИУК и ГК была поставлена целая серия опытов. Опыты ставились с использованием постепенно нарастающих концентраций ИУК и ГК и с использованием различных сред инкубации. В опытах с пшеницей брались колеоптили в возрасте 72 часов длиной 2 см. Для выяснения реакции колеоптилей пшеницы на индолилуксусную кислоту (ИУК) из середины колеоптилей вырезались отрезки длиной 4мм. Спицей  из отрезков осторожно выталкивался лист, и до инкубации они помещались в дистиллированную воду. Инкубация отрезков проводилась в чашках Петри или в лодочках. Длина отрезков измерялась через 48 часов.

Оказалось, что ростовая реакция колеоптилей ависит от концентрации ИУК и от среды инкубации. С увеличением концентрации ИУК прирост отрезков колеоптилей увеличивается до определённого предела, затем находится на одном уровне, а дальнейшее же увеличение концентрации ИУК начинает тормозить рост отрезков.

Было поставлено несколько опытов по проверке ростовой реакции на ИУК верхней, средней и нижней части колеоптилей пшеницы. Нужно отметить, что все отрезки увеличивают размеры под влиянием ИУК. Верхняя и средняя части реагируют примерно одинаково, а нижний отрезок даёт меньший прирост на одинаковые концентрации  ИУК. Была проверена ростовая реакция колеоптилей пшеницы на ГК. Оказалось, что на ГК колеоптили пшеницы реагируют более слабой ростовой реакцией, чем на ИУК. В опытах с ГК колеоптили пшеницы разрезали на три равные части и отдельно инкубировали на растворах ГК верх, середину и низ колеоптилей. Верх колеоптиля реагировал лучше на ГК, чем остальные части.

Так как содержание ростовых веществ в колеоптилях злаков зависит от возраста проростков, то представляло интерес проверить, как реагируют на ИУК и ГК колеоптили некоторых злаков в разном возрасте. С этой целью была проверена ростовая реакция колеоптилей ржи сорта «Вятка», овса сорта «Победа», кукуруза сорта «Воронежская-80». Для опыта брались колеоптили длиной 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8 см и более. У всех колеоптилей отрезались участки 2 см длиной с мезокотилем. Инкубацию отрезков колеоптилей проводили в стаканчиках, на дно которых наливалось 10 мл раствора ГК разной концентрации. Отрезки помещались вертикально по стене стакана мезокотилем вниз. Стаканы ставили в термостат при температуре 20 градусов. В результате опыта было обнаружено, что у ржи на. ГК лучше реагируют колеоптили, достигшие 4 см длины, с увеличением же возраста и размера колеоптилей реакция на ГК слабеет. У овса лучше реагировали на ГК колеоптили длиной 3 см, у кукурузы – 8 см. Наибольший прирост под действием ГК даёт овёс – 220%. Прирост колеоптилей кукурузы составил 180%, ржи - 140%, пшеницы 130%.

Выводы.

1.   Этиолированные колеоптили пшеницы реагируют на ИУК наиболее сильной ростовой реакцией в начале растяжения клеток в возрасте 72 часов.

2.   Ростовая реакция на ИУК более ярко проявляется у верхней и средней части колеоптиля пшеницы.

3.   Наиболее сильную реакцию на ГК из испытанных злаков культур даёт овёс, несколько слабее реагируют кукуруза, рожь и пшеница.

4.   Длина колеоптилей биотеста наилучшая: у овса – 3 см, кукурузы – 8 см, ржи – 4 см  /52/.

1.4.4  Влияние гиббереллина и кумарина на рост проростков кукурузы

В.Т. Старикова, Л. Лепилина

В настоящее время большое внимание уделяется изучению природных ингибиторов роста, которые наряду с фитогормонами участвуют в регулировании ростовых процессов растений. В ряде исследований показано, что влияние фитогормонов и ингибиторов на темпы роста противоположно. Возникает предположение, что их влияние может осуществляться через изменение одних и тех же звеньев в процессе обмена веществ. В этой связи большой интерес приобретает сравнительное изучение влияния фитогормонов и ингибиторов роста при их раздельном и совместном применении. Одним из основных естественных фитогормонов являются гиббереллины. Из природных ингибиторов мы остановились на изучении кумарина.

В литературе имеются многочисленные указания на усиление роста растений под влиянием гиббереллина. Что касается кумарина, то имеются данные, что под его влиянием ингибируется рост отрезков листьев ячменя, тормозится рост семядолей огурца и тыквы, прорастание семян пшеницы, огурцов, салата.

Представляло интерес провести сравнительное изучение влияния гиббереллина  и кумарина  на процессы роста на одном и том же объекте.

Методика работы

Для проведения исследований ГБ и КМ вносились путём замачивания семян кукурузы сорта «Немчиновский». Замачивание проводилось в течение 12 часов в соответствующих растворах. Проростки кукурузы выращивались в стеклянных банках ёмкостью 0,5 литра на ¼ раствора питательной смеси Кнопа в течение 7 дней. Опыты ставились по следующей схеме: 1 – контроль, семена замачивались водой, 2 – семена замачивались раствором ГБ в концентрации 30 мг/л, 3 – семена замачивались раствором КМ в концентрации 150 мг/л, 4 – семена замачивались смесью раствором ГБ и КМ.

В качестве показателей роста определялись высота проростков, длина корней, сырой и сухой вес. Повторность опытов 3-кратная. Проводилась математическая обработка данных.

Результаты

1.   Обработка семян ГБ приводит к усилению роста в высоту проростков кукурузы. При этом наблюдается увеличение их сухого и сырого веса.

2.   Обработка семян КМ приводит к снижению роста в высоту проростков кукурузы. При этом наблюдается снижение сырого и сухого веса.

3.   При совместном  применении ГБ и КМ действие кумарина на рост проростков кукурузы проявляется в ослабленной форме /25/.

1.4.5 Особенности влияния гиббереллина и кинетита на ростовые процессы в проростках кукурузы

Г.П. Пушкина, Н.С. Выползова, Л.М. Григорьева

Исследование гормональной системы растений представляет большой интерес, как с точки зрения выяснения теоретических основ регуляторных процессов, так и с точки зрения возможности использования фитогормонов в практике сельского хозяйства.

При изучении физиологического действия фитогормонов могут быть использованы разные подходы. Одним из подходов является их сравнительное изучение на одном и том же объекте. Перспективность такого приёма связана с несколькими обстоятельствами. Хорошо известно, что в ряде случаев в действии разных фитогормонов имеются сходные черты. Вместе с тем каждый из фитогормонов  оказывает своё специфическое влияние. И, наконец, большое число работ, показывает, что действие фитогормонов взаимосвязано. Иначе говоря, влияние одного фитогормона зависит от присутствия другого.

 Высказанные соображения привели к мысли, провести сравнительное изучение физиологического действия гиббереллина и кинетина на ростовые процессы, как при раздельном, так и совместном применение. Для проведения сравнительного изучения действия фитогормонов необходимо проводить все исследования на одном и том же объекте. Из литературных данных известно, что наиболее полно действие гиббереллина проявляется на целых растениях. Вместе с тем, большинство исследователей отмечают, что кинетин лучше всего влияет  на срезанные листья. Однако в литературе имеются данные, что цитокинины оказывают влияние в некоторых случаях и на интактные растения. При этом их действие зависит от уровня минерального питания.

 В связи с этим было интересно провести сравнительное изучение влияния гиббереллина и кинетина на рост проростков кукурузы, выращенных на воде и на полной питательной смеси.

Методика

Для исследования брались 7-дневные проростки кукурузы, сорта Немчиновская оригинальная, которые опрыскивались растворами гиббереллина (100 мг/л) и кинетина (20 мг/л). Через 48 часов после опрыскивания проводилось измерение растений, определялся сухой и сырой вес. Величина адсорбирующей поверхности учитывалась по методу Сабинина.

Результаты и обсуждение

Рост проростков кукурузы при обработке гиббереллином увеличивается. Прирост в % к контролю в этом варианте составляет 168. Кинетин же не оказал действия на рост растений в величину. Высота растений в этом варианте осталась на уровне контроля. При совместном действии фитогормонов наблюдается некоторое ослабление влияния гиббереллина на рост проростков кукурузы. Прирост составляет по сравнению с контролем 140%.

По данным, полученным при выращивании растений на полной питательной смеси, стало интересным как будет проявляться действие фитогормонов на проростки, выращенные на водопроводной воде. И так: высота проростков кукурузы, обработанных гиббереллином характеризовалась большей величиной по сравнению со всеми остальными вариантами. Обработка кинетином и в этом случае не сказалась на росте проростков кукурузы в высоту. Наряду с изменениями высоты проростков кукурузы были проведены определения сырого и сухого веса. И в этом случае определения проводились при выращивании растений, как на полной питательной среде, так и на воде.

Гиббереллин увеличивает сырой вес (128%) и сухой вес (120%) проростков кукурузы, выращенных на полной питательной среде по сравнению с контролем. Обработка кинетином проростков кукурузы, выращенных на полной питательной смеси не вызывает изменений. Сырой и сухой  вес остается на уровне контроля. Совместное применение гиббереллина и кинетина приводит к увеличению сырого (117%) и сухого веса (110%). Однако, при действии гиббереллина эти показатели выше, чем в смеси.

Изменения сырого веса проростков кукурузы, выращенных на воде под влиянием кинетина и гиббереллина сходны с соответствующими изменениями у растений, выращенных на полной питательной смеси. Действительно, при обработке гиббереллином сырой вес проростков кукурузы в независимости от уровня питания возрастает на одну и ту же величину. Сырой вес проростков остается на уровне контроля. Иная картина наблюдается при изучении влияния фитогормонов на изменение сухого веса. В этом случае сухой вес проростков кукурузы, обработанных кинетином по сравнению с контролем увеличивается (115%). Обработка гиббереллином вызывает примерно одинаковое накопление сухого вещества, как при выращивании проростков кукурузы на полной питательной смеси, так и на воде. Что касается кинетина, то, по-видимому, его действие находится в тесной связи с условиями выращивания.

Сопоставляя данные по изменению сырого и сухого веса, можно также видеть, что под влиянием кинетина содержание воды в проростках кукурузы уменьшается.

Опрыскивание смесью фитогормонов сильнее увеличивает сухой вес проростков кукурузы, по сравнению с каждым гормоном в отдельности Опрыскивание гиббереллином  и кинетином  оказало противоположное влияние на изменение сухого и сырого веса корневой системы. Обработка  гиббереллином приводит к уменьшению как сырого, так и сухого веса корней. Иная картина наблюдается у проростков, обработанных кинеттином . Под влиянием кинетина повышается как сырой вес (до123%), так и сухой (до 113%). Поскольку кинетин оказывает более резкое положительное влияние на накопление сырого веса корневой системы, можно считать, что оводнённость клеток корня в отличие от стебля возрастает. Совместная обработка гиббереллином и кинетином оставляет сырой и сухой вес на уровне контроля. Таким образом с помощью кинитина удается снять отрицательное влияние гиббреллина на рост корней проростков кукурузы.

Так же при обработки гиббереллином уменьшается (82%) объём корневой системы по отношению к контролю. Обработка кинетином приводит к противоположному результату –  на 116% больше по отношению к контролю.

Различные показатели роста проростков кукурузы под влиянием кинетина и гиббереллина изменяются в разной степени. Это создает основу для их взаимодействия. По мнению Сабинина существуют три типа взаимодействия: аддитивность, синергизм и антогонизм. Рассмотрение изменений высоты проростков, а также сырого и сухого веса надземной части растений кукурузы, показывает, что в этом случае гиббереллин и кинетин выступают как антогонисты. Такой же антогонизм наблюдается и при рассмотрении данных по сырому и сухому весу корневой системы.

Как гиббереллин так и так и кинетин вызывают увеличение сухого веса надземной части, а так же адсорбирующей поверхности корневой системы проростков, выращенных на водопроводной воде. Здесь наблюдается чёткая аддитивность /26/. 

2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Иследования проводились в лаборатории кафедры микробиологии и физиологии растений Саратовского госуниверситета в 2008-2010 годах. Объектами служили проростки пшеницы яровой Triticum aestivum L., сорт  Саратовская – 36 и зона деления корней лука посевного Allium sepa L.

Пшеницу сначала поставили на проращивание на двое суток. Затем по 10 проростков выращивали до отклонения первого листа  в пластиковых стаканах  на водных растворах с ФАВ:  2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидропиримидина  (NH), 2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-1,3-дигидротиазина (S), 4,6- дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидро-1,3- пиримидинона-2 (О) (Приложение 1).

Для проведения эксперимента химические соединения нам любезно были предоставлены кафедрой химии и методики преподавания, доктором химических наук Пчелинцевой Н.В.

В качестве контроля использовали растения, культивируемые на дисциллированной воде. Концентрации всех веществ устанавливали по молекулярному весу, в дозах : 10^-6М ( I ), 10^-9М ( II ), 10^-12М ( III ).

В течении эксперимента растения проверялись и фиксировались результаты, подливалась испарившаяся за ночь вода, для сохранения концентрации раствора, описывались и фотографировались (Приложение 2). Опыт осуществлялся в трехкратной повторности.

По окончанию опыта промеряли длину и ширину листовой пластинки первого листа,  сумму длин корней. Проводили обработку данных.

Лук посевной перед началом эксперимента прорастили в течении 2-3 дней, до образования длинных корней. Растворы налили в пробирки в трех повторностях. В каждую пробирку поместили по 6-7 корней  лука. Для устойчивости пробирки поместили в банки, сверху закрепили луковицы.  В ходе эксперемента корни лука посевного через 24, 48, 96 часов подвергали фиксации, мацерации, производили окрашивание.

Из окрашенных корней делали давленные препараты. Каждый отдельный отрезок корня лука посевного разрезали в продольном направлении и помещали под покровное стекло. Сделали промеры зоны деления- от корневого чехлика до границы перехода в зону растяжения-  у каждого варианта опыта. Зона деления окрашена интенсивнее, чем зоны растяжения и  деления.

.

3. ЭКСПЕРЕМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

3.1 Физиологически активные гетероциклические соединения, использованные в эксперементе

Гетероциклические соединения – NH, S, O, взятые нами для проведения эксперемента  являются кристаллические, с чёткими температурами плавления, хорошо растворимы в спирте и других органических растворителях. Эти вещества доступны в плане синтеза и практически значимые в плане биологической активности. В данных синтетических веществах присутствует гетероциклический фрагмент в структуре их соединений, что вероятно влияет на их биологическую активность. Влияние на биологические тест системы на практике не было выявлено ранее.

Вещества, принятые нами на испытание были синтезированы сотрудниками кафедры химии и методики обучения в 2008 году. Методика их синтеза следующая:

1. Реакция 1,3,5-трифенил-2-пентен -1,5диона с гуанидином.

К смеси 5 ммоль 1,3,5- трифенил-2-пентен-1,5 диона, 20 ммоль гуанидина в 20 мл изопропилового спирта добавляли при охлаждении до 10⁰ С раствор этилата натрия. Спаустя час реакционная смесь нагревается в течении 1,5 часов при температуре 60⁰ С. Реакционную смесь обрабатывали водой, кристаллический продукт отфильтровывали, промывали этанолом.

Получали диазин переосаждали из этанола смесью эфира и гексана (1:3).

Выход вещества NH 36%.

2. Реакция 1,3,5-трифенил-2-пентен-1,5-диона с (тио)мочевиной.

Смесь 1,3,5-трифенил-2-пентен-1,5-диона 5 ммоль, 20 ммоль (тио)мочевины в 20 мл изопропилового спиртанагревали при температуре 80 ⁰ С в течении двух часов реакционная смесь обрабатывалась раствором соды. Выпавшие кристаллы отделяли, промывали водой, сушили. Выход продукта S,O составил 40% и 36%.

Температура плавления  соединения  NH - 164⁰-165⁰ С, О - 118⁰-119⁰ С,- S 181⁰ - 183⁰ С.

3.2. Обсуждение результатов воздействия гетероциклических соединений на рост корней и листьев пшеницы яровой Саратовская-36

Промерив сумму длин корней пшеницы яровой, длину и ширину листовой пластинки первого листа получили следующие данные:

Таблица 1

Размер первого листа и длины корней проростков пшеницы яровой Саратовская-36

№ (1)	Вариант опыта (2)	Сумма длин корней мм (3)	Длина листовой пластинки первого листа (4)	Ширина листовой пластинки первого листа (5)	Примечание (6)
1 2 3 4 5	Контроль	274 350 406 166 221	126 110 124 101 113	3 3 3 3 3	Цвет листьев более бледный по сравнению со всеми растениями. Очень много придаточных корешков. На кончике листовой пластинки лист бледнее, чем у основания.
1 2 3 4 5	Контроль	281 295 636 542 348	101 101 140 150 87	3 2 4 4 2	Появляется третий лист. У всех растений в данном варианте опыта имеются придаточные  корешки. У растений всего 2 боковых корня, но они очень длинные.
1 2 3 4	Контроль	238 215 185 415	103 110 95 133	4 4 3 4	Наблюдается уродливость некоторых растений. Не у всех отогнута листовая пластинка первого листа.
(1)	(2)	(3)	(4)	(5)	(6)
5		222	111	3
1 2 3 4 5	NH - I	510 765 613 390 485	103 120 121 133 119	4 4 3 3 3	Корневая система очень развита, очень длинные боковые корни, но нет придаточных. Насыщенный зелёный цвет. Равномерно  окрашенные листья.
1 2 3 4 5	NH – I	278 486 297 352 235	120 132 103 105 120	3 3 3 3 3	Имеются придаточные корешки. Корней мало, но очень развиты.
1 2 3 4 5	NH – I	614 773 585 642 305	135 130 130 155 92	4 3 4 4 4	Так же очень массивные корни придаточными корешками.
1 2 3 4 5	NH-II	430 685 535 730 545	133 154 130 146 100	4 3 3 4 4	Хорошо отогнуты листовые пластинки. У основания листья окрашены слабее, чем на кончиках. Корней мало.
1 2 3 4 5	NH-II	648 798 483 375 490	122 155 112 100 68	3 4 3 3 4	Длинные корни с придаточными корешками. Отогнуты листья.
1 2	NH-II	695 690	126 111	4 3	Как и в предыдущих.
(1)	(2)	(3)	(4)	(5)	(6)
3 4 5		430 490 541	136 80 128	3 3,5 3
1 2 3 4 5	NH-III	550 725 340 660 295	143 123 65 110 103	4 3,5 3 3 3	Густая, развитая корневая система. С множеством придаточных корешков. Ростки мелкие, зелёные.
1 2 3 4 5	NH-III	615 725 435 400 720	140 130 150 100 120	4 4 3 4 3	Хорошо развитая корневая система. Слабо развиты проростки. Цвет темно-зелёный. Слабое отгибание листовой пластинки первого листа.
1 2 3 4 5	NH-III	558 416 544 700 410	135 140 140 150 115	4 3 4 4 3	Различий нет.
1 2 3 4 5	О-I	300 300 262 355 230	90 75 100 90 120	3 3 4 4 3	Корневая система слабая. Цвет бледно-зелёный. Листовые пластинки не отогнуты.
1 3 4 5	О-I	320 252 270 240	113 112 111 80	3 4 3 3	Нет отгибания листа. Корневая система слабая. Цвет бледно-зелёный.
1	О-I	480	115	4	Интенсивное отгибание листовой пластинки первого листа.
(1)	(2)	(3)	(4)	(5)	(6)
2 3 4 5		400 435 240 518	100 135 111 138	3 3 4 4
1 2 3 4 5	О-II	340 463 485 495 389	50 110 112 115 110	3 3 4 4 3	Ростки короткие, тёмно-зелёные, окрашены равномерно.
1 2 3 4 5	О-II	327 320 300 530 220	111 111 105 80 113	4 3 4 3 4	Длинные боковые корни с множеством придаточных.
1 2 3 4 5	О-II	266 385 395 180 350	100 111 112 75 90	3 4 4 3 3	Слабое отгибание листа. Слабая окраска. Слабая корневая система.
1 2 3 4 5	О-III	210 300 180 290 290	111 100 80 60 70	3 3 3 3 3	Корневая система развита слабо. Ростки короткие.  Зелёные, равномерно окрашенные листья. Хорошо отогнуты.
1 2 3 4 5	О-III	425 555 400 370 290	110 113 112 100 80	3 3 3 3 3	Боковые корни очень длинные с придаточными корешками.
1	S-I	635	111	2	Хорошо отогнуты листья. Хорошо развита корневая система. Длинные
(1)	(2)	(3)	(4)	(5)	(6)
2 3 4 5		798 730 415 605	138 138 135 120	3 3 3 3	Корни с придаточными корешками
1 2 3 4 5	S-I	490 610 610 700 420	125 120 120 143 83	3 3 3 3 3	Все растения яркой окраски равномерно окрашены.
1 2 3 4 5	S-I	676 566 491 633 696	128 130 130 170 135	3 3 3 3 3	Что и в предыдущих примерах.
1 2 3 4 5	S-II	350 316 305 364 375	135 111 130 103 120	3 3 4 4 3	Средние корни, длинные побеги. Листья не отогнуты.
1 2 3 4 5	S-II	620 555 462 400 470	130 130 90 111 111	3 3 3 2 4	Средние корни, длинные побеги. Листья не отогнуты.
1 2 3 4 5	S-II	440 590 635 735 920	140 160 150 140 140	3 4 3 3 3	Длинные корни с придаточными корешками.
1 2 3	S-III	510 630 312	111 135 114	3 4 3	Длинные корни с придаточными корешками.
(1)	(2)	(3)	(4)	(5)	(6)
4 5		520 620	140 180	3 3
1 2 3 4 5	S-III	580 480 670 585 340	130 120 110 140 120	3 3 3 2 3	Длинные корни с придаточными корешками. Хорошо раскручена листовая пластинка.
1 2 3 4 5	S-III	650 320 180 340 540	130 120 150 160 180	4 3 2 3 4	Ярко окрашены ростки. Длинные побеги.

Из данных этой таблицы высчитывалось среднее арифметическое (М), ошибка средней (m M), критерий Стьюдента (t), число степеней свободы.

Таблица 2   

Сумма длин корней пшеницы яровой Саратовская-36

Вариант опыта (1)	Среднее арифметическое (М) (2)	Число степеней свободы (3)	Ошибка средней (m M) (4)	Коэффициент Стьюдента (t) (5)
Контроль	269,2	20,08	14,2	18,95
NH-I	568,2	22,06	15,6	36,4
NH-II	570,47	13,39	8,04	70,9
NH-III	539,5	34,7	20	26,95
О-I	297,4	11,3	8	37,17
О-II	327,3	17,11	12,1	27,04
(1)	(2)	(3)	(4)	(5)
О-III	247,3	9,47	6,7	36,91
S-I	605	35,8	20,7	29,2
S-II	561,4	84,85	60	9,35
S-III	485,1	68,8	39,7	12,2

Таблица 3

Длина листовой пластинки первого листа

Вариант опыта	Среднее арифметическое        (М)	Число степеней свободы	Ошибка средней     (m M)	Критерий Стьюдента (t)
Контроль	112,6	3,11	2,2	51,18
NH-I	113,8	20,64	14,6	7,79
NH-II	120,06	11,12	6,4	18,7
NH-III	124,06	14,31	8,26	15,01
О-I	99,6	6,5	4,6	21,6
О-II	100,9	4,66	3,3	30,5
О-III	84,25	0,07	0,05	16,84
S-I	125,06	5,94	3,43	36,42
S-II	130,2	22,34	15,8	8,24
S-III	172	72,99	42,1	4,08

Таблица 4

Ширина листовой пластинки первого листа

Вариант опыта	Среднее арифметическое        (М)	Число степеней свободы	Ошибка средней (m M)	Критерий Стьюдента (t)
Контроль	3,3	0,42	0,3	11
NH-I	3,61	0,26	0,19	19
NH-II	3,36	0,25	0,14	23
NH-III	3,25	0,11	0,063	55,45
О-I	3,42	0,007	0,005	684,9
О-II	3,5	0,14	0,1	35
О-III	3,05	0,07	0,05	60,9
S-I	3	0,2	0,11	26
S-II	3,1	0,14	0,1	31
S-III	3,06	2,23	0,13	23

Чтобы легче было проанализировать полученную  реакцию тест-системы на действие гетероциклических синтетических соединений, составились следующие графики.

 

График 1

Длина листовой пластинки первого листа пшеницы яровой Саратовская -36

График 2

 Сумма длин корней пшеницы яровой Саратовская-36

Из данных графиков мы видим: относительно корней пшеницы, выращенной на дистиллированной воде (К), идёт стимулирование роста корней у пшеницы, выращенной на растворе NH, при этом понижение концентрации раствора снижает стимулирующие действе вещества NH. То же самое происходит у корней пшеницы, выращенной на растворе S. В этом случае таким же образом сказывается понижение концентрации вещества. Корни пшеницы, выращенной на растворе О, остались на уровне контроля.

Что касается длины листовой пластинки первого листа заметно незначительное стимулирование роста у пшеницы, выращенной на растворе S, при этом понижение концентрации – повышает стимулирующее действие раствора. Аналогичное действие раствора наблюдается у пшеницы, выращенной на растворе NH, но стимуляция роста незначительная по отношению к контролю. Раствор О не оказал никакого воздействия на растения, длина листьев данной пшеницы осталась на уровне контроля.

На ширину листовой пластинки первого листа растворы не оказали влияния. Ширина листовых пластинок первого листа у всех растений осталась на уровне контроля.

Анализируя графики можно сделать вывод об обратно пропорциональном  действии одного и того же раствора на рост корней и листьев. Таким образом,  стимулируя рост корней, раствор в данной концентрации, оказывает наименьшее воздействие на рост листовой пластинки. Раствор, стимулирующий рост листовой пластинки, в меньшей степени стимулирует рост корней пшеницы. Раствор S ∙10^-6  стимулирует рост корней пшеницы, выращенной на нем, а на листья оказывает минимальное воздействие. А раствор S∙10^-12 оказывает не большое стимулирующее действие на корни, но длина листовой пластинки пшеницы, выращенной на этом растворе,  значительно превышает показатели относительно контроля. Аналогичное действие наблюдается при воздействии раствора NH.

Пшеница прорастала на подложках, поэтому вещества, поступающие из растворов, должны были транспортироваться к листьям. Данные растворы являются синтетическими, поэтому пшеница использовала их по NH-фрагментам, которые встречаются в природе, что позволяет проросткам их поглощать.  Растения в растворе 2-имино-4,6-дефинил-4-фенацил-2,3,4,5-тетрагидроперемидин, используя NH-группу, в качестве микропитания, открывают дигидродиазиновый фрагмент и потребляют из него NH, N.

Азот — это основной питательный элемент для всех растений: без азота невозможно образование белков и многих витаминов, особенно витаминов группы В. Наиболее интенсивно растения поглощают и усваивают азот в период максимального образования и роста стеблей и листьев. Поэтому, пшеница потребляющая азот имеет хорошо развитую корневую систему и длинные листья относительно контроля. Понижение концентрации – снижает стимуляцию роста, т.к в растворе становится меньше азота.

Растения в растворе 2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-1,3-дигидротиозин, используя NH-группу в качестве микропитания, открывают дигидротиазиновый фрагмент, потребляя входящее в него S, N.

Сера входит в состав белков, витаминов, необходима для нормального роста и развития растения. При недостатке серы образуются мелкие, со светлой желтоватой окраской листья на вытянутых стеблях, ухудшаются рост и развитие растений.  

Пшеница, выращенная на данном растворе не испытывает недостатка серы, поэтому рост корней и листьев идёт интенсивнее относительно пшеницы, выращенной на дистиллированной воде - среде обеднённой серой.

Раствор 4,6-дифенил-4 фенацил-2,3,4,5-тетрагидро-1,3-перимидинон-2 не оказал влияния на рост корней и листьев пшеницы, выращенной на нем. Это объясняется тем, что входящие в пиримидиновый фрагмент вещества  NH, N 

не  могут быть использованы растением, т.к фрагмент замыкает О, который является не метаболически активным и растением не используется.

Растения усваивают свободный кислород из воздуха, либо связанный из воды.

Обратно пропорциональное действие растворов на рост корней и листьев объясняется тем, что корни проростков используют необходимые им питательные вещества ( в данном случае серу и азот) из растворов, а листья получают их в полном объеме из эндосперма. Пшеница, выращенная на растворе О и на дистиллированной воде , вынуждена использовать эти вещества для роста корней и листьев из одно лишь эндосперма, т.к. среда ими обеднена, поэтому растения имеют более слабую корневую систему и короткие листовые пластинки.

Растворы не оказали интенсивного воздействия на изменение ширины листовой пластинки первого листа. Это обусловлено тем, что первый лист формируется в зерне и дифференцируется в зародыше, поэтому ширина листовой пластинки не изменяется при прорастании зерна и следовательно она одинакова у всех вариантов опыта.

3.3.  Обсуждение результатов воздействия гетероциклических соединений на деление клеток корней лука посевного

 Поместив временные давленые препараты корней лука посевного в продольном сечении под микроскоп, мы легко обнаружили зону деления – от корневого чехлика до границы перехода в зону растяжения. Зона деления выделялась своим более интенсивным окрашиванием относительно зоны растяжения. Обрабатывая, при окрашивании, корни лука буферным раствором, мы создавали заряд белковых молекул, который удерживает в клетках краситель. По этой причине мерестематические клетки, содержащие большее количество белков, чем клетки зоны растяжения,  окрасились интенсивнее. С помощью микрометра мы промерили зону деления и получили следующие результаты.

Таблица 5

Размер зоны деления корней лука посевного

Вариант опыта (1)	Зона деления (мкм) (2)
К	1210
К48	1320
К96	1210
NH-I	770
NH-I48	770
NH-I96	770
NH-II	880
NH-II48	800
NH-II96	770
NH-III	880
NH-III48	880
NH-III96	880
O-I	880
O-I48	880
O-I96	550
O-II	660
O-II48	770
O-II96	770
O-III	660
O-III48	660
(1)	(2)
O-III96	550
S-I	770
S-I48	990
S-I96	770
S-II	1100
S-II48	880
S-II96	880
S-III	770
S-III48	1100
S-III96	880

Чтобы легче было проанализировать действие гетероциклических соединений на деление мерестематических клеток мы построили  графики:

График 1

Размеры зоны деления корня лука посевного

 График 2

Размеры зоны деления корня лука посевного

График 3

Размеры зоны деления корня лука посевного

Анализируя графики мы наблюдаем, что наибольшая зона деления у корней, взятых на анализ через 48 часов после их роста на растворах. Корни, взятые через 24 и 96 часов имеют одинаковые размеры зон деления. Относительно корням, взятым на анализ через 48 часов, корни, росшие на растворах в течении 24 и 96 часов имеют более короткую зону деления.

По данным графиков мы видим, что гетероциклические соединения NH и O ингибируют деление мерестематических клеток у корней лука, выращенных на данных растворах, относительно контроля.  Это обуславливается тем, что растения усваивают экзогенный азот зоной растяжения и по проводящей системе в зоне дифференциации поставляет его в растения, поэтому рассматривая зону деления, мы наблюдаем данный результат,т.к в проводящей системы в зоне деления нет и азот экзогенный азот ею не усваивается. Ингибирующего действия на деление  мерестематических клеток раствора О, обясняется тем, что растения не используют входящий в его соединения кислород, т.к усваивают кислород из воздуха или воды. В растворе О кислород является не метаболически активным.

По данным графика 3 мы наблюдаем, что действие раствора S относительно Контроля остается неизменным. Это обусловлено воздействием на растения серы, входящий в состав раствора. Как известно сера является компонентом аминокислот (цистеин, цистин, метионин)- структурные единицы из которых в конечном счёте образуются белки. И хотя клеткам растений необходимо относительно малое количество серы, почти вся она выполняет важную структурную функцию. Содержание белков в зоне деления намного превышает их содержание в зоне растяжения и дифференциации, именно по этому растение усваивает экзогенную серу, для образования белков в зоне деления. Благодаря поступившей по аппопласту сере, количество белков в мерестематических клетках повышается, что вызывает их интенсивное деление, и зона деления становится больше, относительно зонам деления корней, выращенных на растворах О и S.

ВЫВОДЫ

          1. Реакция корней и листьев пшеницы яровой Саратовская – 36 на действие растворов 2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидропиримидина и 2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-1,3-дигидротиазина оказала стимулирующие воздействие на данную тест-систему.

            2. Воздействие раствора  4,6- дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидро-1,3- пиримидинона-2 на рост корней и листьев  пшеницы, выращенной на нем, не вызвало никакой реакции.

3.  Ингибирование зоны деления корня лука посевного  оказали растворы  2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидропиримидина и 4,6- дифенил-4-фенацил-2,3,4,5- тетрагидро-1,3- пиримидинона-2,. 

4. Положительную реакцию на деление меристематических клеток корня лука посевного вызвало воздействие раствора  2-имино-4,6-дифенил-4-фенацил-1,3-дигидротиазина

ПРИЛОЖЕНИЯ

Приложение-1 – Формула гетероциклических синтетических соединений.

Приложение -2- Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и О-I

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и  пшеницы O-II 

Сравнение проростков  пшеницы  в варианте контроль и  O-III

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и NH-I

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и NH-II

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и  NH-III

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и  S-I

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и   S-II

Сравнение проростков пшеницы в варианте контроль и S-III